Automatisierte Media-Fill-Inspektion

Der Goldstandard für die Media-Fill-Inspektion sind nach wie vor manuelle Trübungskontrolle. Obwohl mehrere alternative Technologien verfügbar sind, haben bislang nur wenige Unternehmen davon Gebrauch gemacht. Dieser Artikel bietet einen Überblick über den aktuellen Stand des Verfahrens und stellt einen automatisierten Ansatz mittels Tunable Diode Laser Absorption Spectroscopy (TDLAS) vor, einer bereits etablierten Technologie für Container Closure Integrity Testing (USP<1207>). Da alle relevanten Mikroorganismen Kohlendioxid produzieren, kann das Wachstum der Organismen im Headspace durch die Messung des Anstiegs der CO₂-Konzentration nachgewiesen werden. Das Wachstum von Mikroorganismen wurde an Glas Vials mittels kontinuierlicher Messungen nachgewiesen. Dabei konnten unterschiedliche Wachstumsgeschwindigkeiten und verschiedene Wachstumsverhalten unterschiedlicher Mikroorganismen analysiert werden.

Der Media-Fill-Prozess ist ein zentraler Bestandteil der Verifizierung und Validierung der Sterilität in aseptischen pharmazeutischen Herstellungsprozessen. Dazu gehören die aseptische Verarbeitungslinie, die Abfüllanlagen, Reinraumumgebungen und alle Eingriffe des Bedienpersonals. Er zeigt, dass der etablierte Prozess keine mikrobiellen Verunreinigungen verursacht.

Für Media Fills wird anstelle des tatsächlichen Arzneimittels ein steriles, wachstumsförderndes Nährmedium verwendet. Diese Substitution ermöglicht das Wachstum von Mikroorganismen selbst in geringsten Mengen. Indem die realen Produktionsbedingungen so genau wie möglich nachgebildet werden, lässt sich ein Risiko für die Sterilität des Prozesses zuverlässig erkennen.

Als Ersatzmedium wird typischerweise Tryptose Soja Bouillon (TSB) verwendet. Getestet werden u. a. Anlagenstart, Behälterbeladung und -sterilisation, Sterilisation aller weiteren Behälterkomponenten, Abfüll- und Verschließequipment, Line Clearance sowie sämtliche Handlungen des Personals hinsichtlich ihres Einflusses auf die Sterilität. Typische Personalinteraktionen sind z. B. Werkzeugwechsel, Handschuhkorrekturen oder Troubleshooting während des Routinebetriebs.

Nach dem Befüllen der Behälter mit dem Nährmedium werden diese inkubiert. Während der Inkubationszeit wird die Temperatur über einen Zeitraum von 14 Tagen auf einen Bereich von 20 °C bis 25 °C und 30 °C bis 35 °C geregelt. In diesem Zeitraum hat jede nicht sterile Kontamination ausreichend Zeit zu wachsen und das visuelle Erscheinungsbild des Mediums im Behälter zu verändern. Dies kann sich in Trübung, Wolkenbildung, Sedimentbildung oder Faden-/Strangbildung äußern. Jeglicher Nachweis der genannten Veränderungen führt dazu, dass ein Media Fill als nicht bestanden gilt. Wird keine Veränderung des Erscheinungsbilds festgestellt, ist der Media Fill bestanden.

Media Fills spielen eine zentrale Rolle im regulatorischen Umfeld zur Validierung der Sterilität der Arzneimittelherstellung und des Fill-/Finish-Prozesses. In den letzten Jahren wurden Regularien überarbeitet und sind strenger geworden, da Produkte und Herstellungsprozesse komplexer wurden. Dies widerspiegelt sich besonders im neuen Annex 1 der EU-GMP-Leitlinie, die seit 2022 gilt.

Media Fills sind Teil einer umfassenden Kontaminations-Kontrollstrategie (CCS) und verlangt von Herstellern einen strengeren, dokumentierten, risikobasierten und ganzheitlichen Ansatz zur Vermeidung mikrobieller Kontamination.

• Ein Media Fill pro Schicht: Um alle möglichen Arbeitsschichten für eine Neuanlage abzudecken, sind mindestens drei aufeinanderfolgende Media Fills erforderlich.
• Bei wesentlichen Änderungen an der Anlage ist ein Media Fill durchzuführen.
• Wenn eine Abfüllanlage stillgelegt oder für einen längeren Zeitraum inaktiv ist, ist ein Media Fill obligatorisch.
• Nach der letzten Charge vor der Abschaltung ist ein Media Fill durchzuführen.
• Der Media Fill muss zweimal jährlich für jeden aseptischen Prozess, jede Abfüllanlage und jede Schicht wiederholt werden.
• Die Anzahl der Einheiten muss eine ganze Chargengröße abdecken oder mindestens 5'000 bis 10'000 Einheiten umfassen.

Der neue Annex 1 liefert nicht nur detailliertere Anforderungen dazu, wie und wann Media Fills durchzuführen sind, sondern betont auch einen ganzheitlichen Ansatz der Prozesskontrolle in der aseptischen Herstellung.

Dieser Artikel erläutert die derzeitige Standard-Inspektionsmethode und geht auf die Herausforderungen sowie die Wahl relevanter Mikroorganismen ein und stellt einen alternativen deterministischen Ansatz zur Prüfung von Media Fills vor.

Im Zusammenhang mit Media Fills besteht die Hauptsorge in der unbeabsichtigten Einbringung von Mikroorganismen, die die Sterilität des Endprodukts kompromittieren könnten. In Reinraumumgebungen kann ein breites Spektrum an Mikroorganismen vorkommen, darunter Bakterien wie Staphylococcus epidermidis, Bacillus spp., Pseudomonas aeruginosa, Hefen (Candida spp.) und Schimmelpilze (Aspergillus spp.). Diese Organismen können von Personal, Rohstoffen, Versorgungsmedien (z. B. Wasser oder Luft) oder allgemein von Anlagenoberflächen stammen. Identifikation, Klassifizierung und Prüfverfahren für Mikroorganismen, die für pharmazeutische Umgebungen relevant sind, werden durch Standards u.a. in der Europäischen Pharmakopöe (Ph. Eur. 5.1.2), der United States Pharmacopeia (US <1116>, <61>, <62>) und der Japanischen Pharmakopöe geregelt.

Mikroorganismen unterscheiden sich stark in ihren metabolischen Anforderungen, einschließlich Nährstoffbedarf, Sauerstofftoleranz und Temperaturpräferenzen. Diese Faktoren bestimmen Überlebensfähigkeit und Vermehrung. Die meisten Kontaminanten in pharmazeutischen Umgebungen sind mesophil und gedeihen bei Temperaturen zwischen 20 °C und 40 °C. Zudem sind sie nicht anspruchsvoll (nonfastidious), das heißt, sie benötigen keine komplexen Nährstoffe für ihr Wachstum. Medien, für aseptische Simulationen müssen daher das Wachstum dieser metabolischen Typen unterstützen, insbesondere derjenigen, die unter Produktionsbedingungen ein Risiko darstellen.
 

2.1 Aerobe und anaerobe Mikroorganismen

Mikroorganismen können nach ihrem Sauerstoffbedarf klassifiziert werden:

• Obligat aerobe Mikroorganismen benötigen Sauerstoff für Wachstum.
• Obligat anaerobe Mikroorganismen können in Gegenwart von Sauerstoff nicht überleben.
• Fakultativ anaerobe Mikroorganismen können mit oder ohne Sauerstoff wachsen.

In pharmazeutischen Anlagen und während der Verarbeitung werden aerobe und fakultativ anaerobe Mikroorganismen begünstigt, da Luft bzw. Sauerstoff vorhanden ist. Strikt anaerobe Organismen sind unter diesen Bedingungen weniger wahrscheinlich, da der Sauerstoff in der Umgebungsluft für sie ungünstig ist. Dennoch gibt es anaerobe Mikroorganismen, die in aeroben Bedingungen mit Hilfe von natürlichen Schutzmechanismen wachsen können.

Media Fills sind primär darauf ausgelegt, aerobe Mikroorganismen zu detektieren, da diese die wahrscheinlichsten Kontaminanten in aseptischen Arbeitsabläufen darstellen. Medien wie TSB unterstützen unter Standard-Inkubationsbedingungen (20 °C bis 25 °C und 30 °C bis 35 °C) das Wachstum eines breiten Spektrums aeroben und fakultativ anaeroben Bakterien und Pilze. Die Entscheidung, strikt anaerobe Organismen nicht spezifisch zu berücksichtigen, ist sowohl praktisch als auch wissenschaftlich begründet - angesichts ihrer geringer Relevanz in Umgebungen mit aktiver Luftzirkulation und hohem Sauerstoffgehalt.

Echte obligate Anaerobier benötigen spezielle Bedingungen für die Kultivierung, darunter:

• Sauerstofffreie Atmosphären (z. B. anaerobe Kammern oder Gläser mit Gas-Packs)
• Reduktionsmittel im Nährmedium (z. B. Thioglykolat, Cystein)
• Längere Inkubationszeiten wegen niedrigeren Stoffwechselraten

Um solche Organismen nachweisen zu können, müssen Medium und Umgebungsbedingungen angepasst werden. Dies kann den Einsatz anaerob-spezifischer Kulturmedien (z. B. Reinforced Clostridial Medium, Thioglycollate Brühe) und kontrollierte Inkubation in sauerstofffreien Umgebungen einschließen. Da jedoch dasselbe Nährmedium unabhängig vom Detektionsmechanismus verwendet wird, können strikt anaerobe Mikroorganismen nicht unter Standardbedingungen detektiert werden. Media Fills zur Detektion anaerober Metabolismen erfordern ein spezielles Setup und werden nur in spezifischen Fällen angewandt. In der Praxis werden solche Anpassungen bei routinemäßigen Media Fills selten vorgenommen, vor allem weil es unwahrscheinlich ist, dass streng anaerobe Organismen in den stark oxygenierten, gefilterten Umgebungen aseptischer pharmazeutischer Prozesse überleben oder sich vermehren.

Ein relevantes Beispiel im pharmazeutischen Kontext ist Cutibacterium acnes, ein nicht sporenbildendes, fakultativ anaerobes Bakterium. Er kommt häufig auf der menschlichen Haut vor, wird jedoch durch einen Fettfilm geschützt. C. acnes toleriert geringe Sauerstoffmengen – die Wachstumsrate ist in Gegenwart von atmosphärischem Sauerstoff jedoch deutlich reduziert [1, 2].
Dies zeigt, dass Media Fills, die auf den Nachweis aerober Mikroorganismen abzielen, für fakultativ anaerobe Organismen zuverlässige Ergebnisse liefern, jedoch bei strikt anaeroben Organismen versagen (Tabelle 1).

Tabelle 1: Direkter Vergleich von aeroben und anaeroben Mikroorganismen.

Es ist wichtig darauf hinzuweisen, dass es sich in der Regel um aerobe und fakultative Mikroorganismen handelt. Das bedeutet, dass Mikroorganismen den verfügbaren Sauerstoff im Headspace verbrauchen und in Kohlendioxid umsetzen. Sobald kein Sauerstoff mehr im Headspace vorhanden ist, stoppt das Wachstum aerober Organismen.

Bei Media Fill basiert der Nachweis von mikrobiellem Wachstum auf dem Erkennen von Veränderungen wie Trübung oder der Bildung von Kolonien in Form von Agglomerationien. Derzeit ist die manuelle visuelle Beurteilung der Goldstandard zur Wachstumsdetektion.

Die Kriterien, die bei der manuellen Inspektion analysiert werden, beziehen sich auf die jeweilige Art der Vermehrung von Mikroorganismen. Veränderungen können je nach Wachstumsgeschwindigkeit und Wachstumsmechanismus sehr deutlich oder sehr subtil sein. Der Inspektor ist für die Erkennung folgender Merkmale verantwortlich:

• Allgemeine Trübung (Hinweis auf planktonisches Wachstum)
• Stränge oder Filamente (Hinweis auf Schimmelpilze oder filamentbildende Bakterien)
• Farbveränderungen
• Sedimentbildung am Boden des Behälters

Personal, das manuelle Trübungskontrollen durchführt, muss spezifisch geschult und qualifiziert sein. Schulungen umfassen:

• Vertraut machen mit normalem und abnormalem Erscheinungsbild steriler Medien
• Erkennen früher Kontaminationsanzeichen
• Üben mit Referenzstandards für Trübung
• Regelmäßige Eignungstests zur Bestätigung visueller Leistungsfähigkeit und korrekter Entscheidungsfindung

Diese Schulungen sind essenziell, weil visuelle Inspektion subjektiv ist. Zur Validierung der visuellen Kompetenz wird das Personal geprüft durch:

• Blindtests mit versetzten Proben mit bekannter mikrobieller Belastung
• Vergleich mit McFarland-Trübungsstandards, als Referenzpunkte zur Abschätzung mikrobieller Dichte
• Regelmäßige Requalifizierung, typischerweise jährlich oder gemäß internen Standardarbeitsanweisungen (SOPs)

Zusätzlich werden bei allen Mitarbeitenden periodisch Untersuchungen zur Prüfung der körperlichen Fähigkeiten durchgeführt.

3.1 Korrelation mit McFarland-Standards

Der McFarland-Standard ist eine weithin anerkannte Referenz zur näherungsweisen Abschätzung von Bakterienkonzentrationen in flüssigen Medien. Dabei entspricht die McFarland-Zahl einer bestimmten Bakterienmenge, z.B. entspricht 0,5 McFarland ungefähr 1,5 × 10⁸ KBE/ml und ist visuell vergleichbar mit dem Beginn der Trübung in moderat kontaminiertem TSB. Diese Standards werden durch die Kombination von Bariumchlorid und Schwefelsäure hergestellt, wodurch eine Lösung mit einer konsistenten Lichtstreudichte entsteht, die mikrobielles Wachstum nachbildet.

Obwohl die McFarland-Skala in der Routine-Trübungskontrolle bei Media Fills nicht direkt eingesetzt wird, spielt sie in der Schulung von Inspektoren eine wichtige Rolle (Tabelle 2). Insbesondere die Detektion geringer Kontamination lässt sich gut mit Hilfe von McFarland-Standards trainieren. Die Skala ist jedoch nicht dafür ausgelegt, reale kontaminierte Behälter in KBE/ml exakt zu quantifizieren.

3.2 Limitierungen manueller visueller Inspektion

Die manuelle visuelle Inspektion von Media-Fill-Behältern zur Detektion von Trübungsanstieg hat mehrere Nachteile:

• Nicht deterministische Methode. Die manuelle visuelle Inspektion ist qualitativ und subjektiv und ist stark abhängig von menschlicher Wahrnehmung und Erfahrung.
• Menschliches Versagen: Faktoren wie Müdigkeit, visuelle Überlastung und kognitive Verzerrungen führen zu Schwankungen im Bewertungsprozess. Dies erhöht das Risiko von Fehlalarmen oder übersehenen Kontaminationen, was sich auf die Produktqualität und die Sterilitätssicherung auswirken kann.
• Arbeitsintensiv und ressourcenabhängig
• Eine genaue visuelle Inspektion erfordert hochqualifiziertes Personal. Die Schulung muss mikrobiologische Wachstumseigenschaften umfassen, um kleine Anzeichen einer Kontamination erkennen zu können. Es wird jedoch immer schwieriger, solche Inspektoren zu finden, auszubilden und zu halten, insbesondere in Regionen mit Arbeitskräftemangel.
• Fortlaufende Schulungs- und Qualifikationsanforderungen
• Inspektoren müssen sich regelmäßigen Qualifizierungs- und Nachschulungen unterziehen (inkl. McFarland-Standards), was Aufwand und Kosten erhöht.
• Abhängig vom Behältermaterial: Braunglas und diffuse Materialien erfordern für die manuelle Inspektion ein Umfüllen des Media Fills.

Neben dem hohen Aufwand gibt es Prozessaspekte, die die Zuverlässigkeit manueller Inspektion einschränken können. Die nachfolgend beschriebene automatisierte Media-Fill-Inspektion mittels Headspace-Analyse bietet eine verlässliche, nachvollziehbare Alternative und eliminiert menschliche Fehler.

Tabelle 2: Beispiel für den McFarland-Standard für die Schulung von manuellen Inspektoren für Media-Fill-Inspektionen.

Die Headspace-Analyse (HSA) mittels TDLAS ist bereits eine etablierte Methode für die Dichtheitsprüfung (USP <1207>). TDLAS basiert auf der Absorption von Laserlicht durch spezifische Gasmoleküle bei charakteristischen Wellenlängen. Ein abstimmbarer Diodenlaser sendet Infrarotlicht aus, das durch das zu prüfende Gasvolumen geführt wird. Ein Detektor misst die Intensität, während der Laser über einen Absorptionspeak abgestimmt wird. Dies ermöglicht eine präzise Konzentrationsbestimmung für Gase wie O₂ und CO₂.

Für die Media-Fill-Analyse ist das Messen der Gaskonzentration ein direkter Weg zu einem quantitativen Ergebnis - der Ansatz ist damit hochsensitiv, selektiv und quantifizierbar. Mikrobielles Wachstum führt durch metabolische Aktivität zu einem messbaren Anstieg von CO₂ und einem Abfall von O₂. Alle aeroben und die meisten anaeroben Mikroorganismen bauen die Nährstoffe im Medium sowie O₂ ab und produzieren CO₂ als Nebenprodukt der Zellatmung. Entsprechend ist eine steigende CO₂-Konzentration im Headspace ein starker direkter Indikator für mikrobielles Wachstum im Vial.

Zur Verifizierung wurden 7 verschiedene Mikroorganismen untersucht. Drei unterschiedliche koloniebildende Einheiten (Colony Forming Units (CFU)) wurden in jeweils 10 Proben in 10R-Glasvials inkubiert. Das Headspace-Volumen, Medium usw. wurden gemäß regulatorischen Anforderungen gewählt. Die CO₂-Konzentration in den Vials wurde täglich mit einem WILCO NEO HSX gemessen. Abbildung 1 und Abbildung 2 zeigen das Wachstum der Organismen C. albicans und C. acnes. Das empfindliche Verhalten von C. acnes wird bei Betrachtung der Wachstumsentwicklung deutlich. Die meisten Proben zeigen überhaupt kein Wachstum. Die zwei positiven Proben wurden manuell erst nach 11 Tagen als positiv identifiziert, was die Bedeutung einer 14-tägigen Inkubationszeit unterstreicht.

Im Vergleich zur manuellen visuellen Inspektion werden die Vorteile von TDLAS deutlich:

• Deterministische und objektive Ergebnisse: Das Verfahren liefert messbare, wiederholbare Daten unabhängig von menschlicher Interpretation. Die Methode liefert präzise CO₂- und O₂-Konzentrationswerte, die direkt mit metabolischer Aktivität korrelieren.
• Eliminierung menschlicher Fehler: Als vollautomatische, nicht-invasive Technik verhindert HSA Fehlinterpretationen und stellt einheitliche Ergebnisse über alle Schichten und Bediener sicher.
• Datengestützte Entscheidungen: HSA ermöglicht digitale Echtzeitaufzeichnung, Trendanalysen und Audit-Trail, unterstützt Datenintegrität und die Einhaltung der Anforderungen von 21 CFR Part 11 sowie Annex 1-Erwartungen an elektronische Systeme.
• Braunglas kann ohne Umfüllen inspiziert werden.
• Reduzierter Trainings- und Betriebsaufwand: Nach der Installation und Validierung erfordern HSA-Systeme nur minimale Bedienereingriffe, kein Spezialtraining, keine McFarland-Standards oder subjektive Bewertungen. Dies reduziert den Zeit- und Kostenaufwand für die Qualifizierung und Requalifizierung von Inspektoren erheblich.
• Anpassung an Annex 1 und CCS: Der überarbeitete Annex 1 (2022) betont risikobasierte, robuste und verifizierbare Contamination-Control Praktiken.

4.1 Herausforderung der CO₂-Permeation in Kunststoffbehältern

Kunststoffbehälter werden häufig in der pharmazeutischen und diagnostischen Herstellung eingesetzt. Sie stellen aufgrund ihrer Gaspermeabilität, insbesondere von Kohlendioxid (CO₂), eine besondere Herausforderung dar. Gegensatz dazu sind Glasbehälter, für Gase praktisch undurchlässig. Dadurch kann die Zuverlässigkeit von Media-Fill-Tests mit HSA beeinträchtigt werden, wenn CO₂ als Indikator für mikrobielles Wachstum verwendet wird.

Um das Ausmaß der CO₂-Permeation über verschiedene Kunststoffbehältertypen zu bewerten, wurde eine Vergleichsstudie konzipiert und durchgeführt. Ziel war es, die Diffusionsrate von CO₂ in Behältern aus unterschiedlichen Kunststoffmaterialien und Formen zu quantifizieren und zu vergleichen. Insgesamt wurden 10 verschiedene Kunststoffbehälter ausgewählt, die ein breites Spektrum der üblichen Formate abdecken.

Die verschiedenen Behälter wurden in eine WILCO “Bombing-Kammer” gestellt, die eine kontrollierte und stabile Umgebung bereitstellt. Die Kammer wurde mit 100 % CO₂ gefüllt, sodass außen maximale CO₂-Sättigung herrschte. Die Behälter wurden 48 Stunden permanent dieser CO₂-Atmosphäre ausgesetzt, wodurch CO₂ durch die Behälterwand diffundieren konnte. Nach der Entnahme wurde die CO₂-Konzentration im Headspace in regelmäßigen Intervallen über einen Beobachtungszeitraum von 14 Tagen gemessen und aufgezeichnet.

Um die Dynamik des CO₂-Verlustes zu charakterisieren, wurden die Messdaten dem Fick'schen Diffusionsgesetz abgeglichen. Es beschreibt die Übertragungsrate von Gasmolekülen durch ein Medium. Daraus wurde der CO₂-Flux für jeden Behältertyp berechnet und die entsprechende Halbwertszeit bestimmt. Die Halbwertszeit ist definiert als die Zeit, die erforderlich ist, bis die interne CO₂-Konzentration um 50 % reduziert ist.

Die Ergebnisse zeigten deutliche Unterschiede in der CO₂-Permeabilität. Eine große Oberfläche und Permeabilität führen zu raschem CO₂-Verlust. In diesen Fällen halbierte sich die CO₂-Konzentration etwa alle 1.4 Tage (Abb. 3). Behälter mit geringerer Permeabilität und Oberfläche wiesen eine Halbwertszeit von 3.6 Tagen auf (Abb. 4).

Diese Ergebnisse wurden mit den zuvor durchgeführten Wachstumstests in Glasvials kombiniert. Abbildung 5 veranschaulicht den CO₂-Abfall mit minimaler und maximaler Permeation (Halbwertszeit 1.4 bzw. 3.6 Tage), angewendet auf das Wachstum von A. brasiliensis bei 10 CFU. Diese Simulation verdeutlicht, wie wichtig die Materialauswahl bei der Auslegung und Qualifizierung von Behältern für Media-Fill-Simulationen oder anderen CO₂-sensitiven Prozessen ist. Der Kunststofftyp und das Behälterformat beeinflussen die Gasaustauschrate direkt und messbar und können dadurch die Nachweisempfindlichkeit beeinflussen.

4.2 Sauerstoff als alternatives Spurengas in Kunststoffbehältern

Rascher CO₂ Verlust in Kunststoff erschwert den Nachweis mikrobieller Aktivität im Gegensatz zu Glasbehältern – insbesondere bei längerer Inkubation oder verzögerter Inspektion. Daher wird ein alternativer Ansatz benötigt, der weiterhin mit mikrobieller Aktivität korreliert, jedoch in Kunststoffmaterialien stabiler ist. Eine vielversprechende Alternative ist die Überwachung von Sauerstoff (O₂) im Headspace. Aufgrund der geringen Polarität des O₂-Moleküls permeiert es nur geringfügig durch viele Kunststoffe und ist damit über die Dauer einer typischen Media-Fill-Inkubation ein stabilerer Indikator.

Dieser Ansatz reduziert die detektierbaren Organismen auf solche mit aerobem Metabolismus. In den meisten Praxisfällen ist dies ausreichend, da die Produktionsumgebung O₂ enthält und damit das Wachstum strikt anaerober Organismen unterdrückt. Folglich werden diese auch mit der etablierten manuellen visuellen Inspektion nicht zuverlässig erfasst.

Obwohl die TDLAS-Detektion von O₂ grundsätzlich weniger sensitiv ist als jene von CO₂ (aufgrund schwächerer Absorptionslinien und geringerer Signal-zu-Rausch-Verhältnisse), ist sie für die Detektion der signifikanten Änderungen ausreichend: In sterilen, verschweissten Behältern startet die O₂-Konzentration im Headspace bei ungefähr 20,9 % (Umgebungsluft). Ein Abfall in Richtung 0 % oder nahezu 0 % O₂ kann – insbesondere ohne andere plausible chemische oder physikalische Ursachen – als klares Signal für aerobe oder fakultativ aerobe mikrobielle Aktivität gewertet werden. Selbst bei reduzierter Sensitivität liegt diese Änderung klar im Messbereich moderner TDLAS-Systeme und kann zuverlässig quantifiziert werden.

Während CO₂ in gasundurchlässigen Behältern wie Glas weiterhin das bevorzugte Indikatorgas bleibt, bietet die Kombination mit O₂-Monitoring eine praktische und wirksame Lösung für Kunststoffbehälter. Durch die Verfolgung der O₂-Abnahme anstelle der CO₂-Zunahme kann die Headspace-Analyse mittels TDLAS auch dort wertvolle Daten zur Sterilitätssicherung liefern, wo Gaspermeabilität eine Einschränkung darstellt. Damit bleiben Media-Fill-Simulationen in Kunststoffbehältern robust, konform und wissenschaftlich fundiert – trotz materialbedingter Limitationen.

Da strikt anaerobe Organismen spezielle Bedingungen benötigen, die in Reinräumen oder Standard-Media-Fill-Setups meist nicht gegeben sind, stellen sie in der Routinevalidierung aseptischer Prozesse keine primäre Sorge dar. Dieses Verständnis stützt nicht nur den Einsatz von O₂ als geeignetes Spurengas bei schneller CO₂-Permeation, sondern verstärkt auch die wissenschaftliche Begründung, strikt anaerobe Organismen aus dem Media-Fill-Design auszuklammern.
 

Die Nutzung von TDLAS für die Media-Fill-Analyse zeigt klare Vorteile gegenüber der herkömmlichen manuellen visuellen Inspektion: Die Abhängigkeit vom Inspektor und dessen Fähigkeit Trübheit korrekt zu erkennen, wird so vollständig beseitigt. Zudem wird es zunehmend schwieriger, qualifizierte Inspektoren zu finden und zu halten. Mit TDLAS erübrigt sich die Personalsuche und die Methode liefert zudem eine deterministische und quantitative Beurteilung, indem CO₂- und O₂-Konzentrationen mit hoher Präzision gemessen werden.

TDLAS verbessert die Datenintegrität und Rückverfolgbarkeit erheblich. Alle Messungen werden digital aufgezeichnet, zeitgestempelt und in Übereinstimmung mit 21 CFR Part 11 und den Anforderungen des EU Annex 1 gespeichert, wodurch eine vollständige Rückverfolgbarkeit gewährleistet ist. Diese Daten können direkt in Qualitätsmanagementsysteme integriert werden und reduzierten Fehler durch manuelle Dokumentation. Darüber hinaus lässt sich TDLAS einfach in Inspektionslinien integrieren. Die Integration entspricht aktuellen GMP-Standards und dem Annex 1-Fokus auf Kontaminationskontrolle, Automation und risikobasierter Validierung und hilft Herstellern, ihre aseptischen Inspektionsprozesse zukunftssicher auszurichten. Auch wenn die Anfangsinvestition in TDLAS-Geräte beträchtlich erscheinen mag, ist die Lösung langfristig kosteneffektiv.

Dr. Matthias Kahl (Leiter Forschung und Entwicklung bei der WILCO AG) und Michael Mettraux (Forschungs- und Entwicklungsingenieur HSA bei der WILCO AG)

Referenzen:

[1] Nagy, E., & Urbán, E. (2001). Antimicrobial susceptibility of Propionibacterium acnes isolates from patients with acne vulgaris. Journal of Antimicrobial Chemotherapy, 47(6), 905–908.
[2] Achermann, Y., Goldstein, E. J. C., Coenye, T., & Shirtliff, M. E. (2014). Propionibacterium acnes: From commensal to opportunistic biofilmassociated implant pathogen. Clinical Microbiology Reviews, 27(3), 419–440. https://doi.org/10.1128/CMR.00092-13

Weitere Referenzen

• European Pharmacopoeia (Ph. Eur.) 5.1.2 – Biological Indicators and media fills. Strasbourg: European Directorate for the Quality of Medicines & HealthCare (EDQM). (Allgemeine Hinweise zur aseptischen Simulation, Medienzusammensetzung und Nachweisendpunkten).

• U.S. Pharmacopeia <1116>: Microbiological Control and Monitoring of Aseptic Processing Environments. United States Pharmacopeial Convention. (Behandelt die Themen Umweltüberwachung und Personalqualifikation in aseptischen Prozessen).

• Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI). M100 – Performance Standards for Antimicrobial Susceptibility Testing. CLSI, Wayne, PA, USA. (Bietet eine Interpretation der visuellen Trübung und der Verwendung von McFarland-Standards in mikrobiologischen Labors).

• Chesebrough, R. D. (2006). Microbiological Applications: A Laboratory Manual in General Microbiology (9th Ed.). McGraw-Hill. (Kapitel über die Vorbereitung und Verwendung von McFarland-Standards, visuelle Kalibrierungstechniken).

• FDA Guidance for Industry: Sterile Drug Products Produced by Aseptic Processing – Current Good Manufacturing Practice. U.S. Food and Drug Administration. (Enthält Schulungs- und Sichtprüfungsleitlinien für Personal in der aseptischen Verarbeitung).